Атеросклеротические бляшки в системе ex vivo
Авторы:
Организация:
1 - Кафедра кардиологии ФПДО Московского государственного медико-стоматологического университета;
2 - Национальный институт детского здоровья и развития человека;
3 - Научно-исследовательский институт канцерогенеза РОНЦ им. Н. Н. Блохина, Москва;
4 - Научно-исследовательский институт физико-химической биологии им. А. Н. Белозерского, Москва
Для корреспонденции: Сведения доступны для зарегистрированных пользователей.
Тип статьи: Клеточная и молекулярная кардиология
Ключевые слова:
Скачать (Download)
Аннотация
Цель. Разработка метода культивирования атеросклеротически измененных участков артерий человека ex vivo.Материал и методы. Участки коронарных и сонных артерий с атеросклеротическими бляшками, а также неизмененная ткань артериальной стенки изучали макроскопически и разделяли на небольшие кубические и крупные кольцевидные блоки. Затем образцы подвергали культивированию в разработанной питательной среде в течение 12-22 дней. В первый день и каждые три дня часть культивируемых образцов исследовали с помощью гистологии. Также было изучено содержание живых и мертвых клеток в образцах с помощью проточной цитометрии.
Результаты. Мы показали, что выживаемость тканей при культивировании в кубических блоках малого размера снижается к 8-12-му дню. Количество живых клеток по результатам проточной цитометрии составило всего 19 живых клеток в 100 мг культивируемой ткани. Однако при культивировании крупных кольцевидных блоков выживаемость тканей была значительно выше. Целостность эндотелиального слоя и внутренней эластической мембраны, наиболее чувствительных к изменениям условий культивирования, сохранялась в течение 20-22 дней.
Заключение. Мы разработали методику культивирования атеросклеротических бляшек человека ex vivo с сохранением архитектоники эксплантатов при культивировании.
Литература
1. Bachetti T., Morbidelli L. Endothelial cells in culture: a model for studying vascular functions // Pharmacol. Res. 2000. Vol. 42. P. 9–19.2. Cho Y. E., Choi J. E., Alam M. J. et al. Zinc deficiency decreased cell viability both in endothelial EA. hy926 cells and mouse aortic culture ex vivo and its implication for anti-atherosclerosis // Nutr. Res. Practice. 2008. Vol. 2. P. 74–79.
3. Fortunato G., Di Taranto M. D., Bracale U. M. et al. Decreased paraoxonase-2 expression in human carotids during the progression of atherosclerosis // Arterioscler. Thrombos. Vasc. Biol. 2008. Vol. 28. P. 594–600.
4. Grivel J.-C., Margolis L. Use of human tissue explants to study human infectious agents // Nat. Protoc. 2009. Vol. 4. P. 256–269.
5. Harrison R. Observations on the living developing nerve fiber // Anat. Rec. 1907. Vol. 1. P. 5–7.
6. Huang B., Dreyer T., Heidt M. et al. Insulin and local growth factor PDGF induce intimal hyperplasia in bypass graft culture models of saphenous vein and internal mammary artery // Eur. J. Cardiothorac. Surg. 2002. Vol. 21. P. 1002–1008.
7. Lebastchi A. H., Qin L., Khan S. F. et al. Activation of human vascular cells decreases their expression of transforming growth factor-beta // Atherosclerosis. 2011. Vol. 219. P. 417–424.
8. Levin V. A., Panchabhai S., Shen L. et al. Protein and phosphoprotein levels in glioma and adenocarcinoma cell lines grown in normoxia and hypoxia in monolayer and three-dimensional cultures // Proteome science. 2012. Vol. 10. P. 5.
9. Lu H., Searle K., Liu Y. et al. The effect of dimensionality on growth and differentiation of neural in vitro: 3-dimensional spheroid versus 2-dimensional monolayer culture // Cells, tissues, organs. 2012. Vol. 196. P. 48–55.
10. Moreno J. A., Ortega-Gomez A., Delbosc S. et al. In vitro and in vivo evidence for the role of elastase shedding of CD163 in human atherothrombosis // Eur. Heart J. 2011. Vol. 33, № 2. P. 252–263.
11. Ni C. W., Qiu H., Rezvan A. et al. Discovery of novel mechanosensitive genes in vivo using mouse carotid artery endothelium exposed to disturbed flow // Blood. 2010. Vol. 116. P. e66–73.
12. Poppert S., Schlaupitz K., Marre R. et al. Chlamydia pneumoniae in an ex vivo human artery culture model // Atherosclerosis. 2006. Vol. 187. P. 50–56.
13. Proudfoot D., Shanahan C. Human vascular smooth muscle cell culture // Methods Molecular Biol. 2012. Vol. 806. P. 251–263.
14. Rohr S. Cardiac fibroblasts in cell culture systems: myofibroblasts all along? // J. Cardiovasc. Pharmacol. 2011. Vol. 57. P. 389–399.
15. Sukovich D. A., Kauser K., Shirley F. D. et al. Expression of interleukin-6 in atherosclerotic lesions of male ApoE-knockout mice: inhibition by 17beta-estradiol // Arterioscler. Thrombos. Vasc. Biol. 1998. Vol. 18. P. 1498–1505.
16. Voisard R., Krugers T., Reinhardt B. et al. HCMVinfection in a human arterial organ culture model: effects on cell proliferation and neointimal hyperplasia // BMC Microbiol. 2007. Vol. 7. P. 68–74.
17. Voisard R., von Eicken J., Baur R. et al. A human arterial organ culture model of postangioplasty restenosis: results up to 56 days after ballooning // Atherosclerosis. 1999. Vol. 144. P. 123–134.
18. Wang B. Y., Ho H. K., Lin P. S. et al. Regression of atherosclerosis: role of nitric oxide and apoptosis // Circulation. 1999. Vol. 99. P. 1236–1241.